samtools faidx 命令处理fasta序列

samtools faidx 能够对fasta 序列建立一个后缀为.fai 的文件，根据这个.fai 文件和原始的fastsa文件， 能够快速的提取任意区域的序列

用法：

samtools faidx input.fa

该命令对输入的fasta序列有一定要求：对于每条序列，除了最后一行外， 其他行的长度必须相同,

>one 
ATGCATGCATGCATGCATGCATGCATGCAT 
GCATGCATGCATGCATGCATGCATGCATGC 
ATGCAT 
>two another chromosome 
ATGCATGCATGCAT 
GCATGCATGCATGC

最后生成的.fai文件如下， 共5列，\t分隔；

one 66 5 30 31
two 28 98 14 15

第一列 NAME   :   序列的名称，只保留“>”后，第一个空白之前的内容；

第二列 LENGTH:   序列的长度， 单位为bp；

第三列 OFFSET :   第一个碱基的偏移量， 从0开始计数，换行符也统计进行；

第四列 LINEBASES : 除了最后一行外， 其他代表序列的行的碱基数， 单位为bp；

第五列 LINEWIDTH : 行宽， 除了最后一行外， 其他代表序列的行的长度， 包括换行符， 在windows系统中换行符为\r\n, 要在序列长度的基础上加2；

提取序列：

samtools faidx input.fa chr1 > chr1.fa

samtools faidx input.fa chr1:100-200 > chr1.fa

时间： 2024-12-28 06:38:02

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samtools常用命令详解

samtools的说明文档:http://samtools.sourceforge.net/samtools.shtml samtools是一个用于操作sam和bam文件的工具合集.包含有许多命令.以下是常用命令的介绍 1. view view命令的主要功能是:将sam文件转换成bam文件:然后对bam文件进行各种操作,比如数据的排序(不属于本命令的功能)和提取(这些操作 是对bam文件进行的,因而当输入为sam文件的时候,不能进行该操作):最后将排序或提取得到的数据输出为bam或sam(默认的

bowtie2-inspect 根据bowtie2的索引取得fasta 序列

今天运行tophat2的时候看到下面这条记录: [2016-02-27 11:40:03] Checking for reference FASTA file Warning: Could not find FASTA file /home/pub/database/Human/hg19/bowtie2_db/hg19.fa.fa [2016-02-27 11:40:03] Reconstituting reference FASTA file from Bowtie index Executi

通过bed文件获取fasta序列

一.BED 文件格式 BED 文件格式提供了一种灵活的方式来定义的数据行,以用来描述注释的信息.BED行有3个必须的列和9个额外可选的列. 每行的数据格式要求一致. 必须包含的3列: 1.chrom, 染色体名字(e.g. chr3, chrY) 2.chromStart, 目标区段在染色体起始位置,染色体第一个碱基的位置是0 3.chromEnd, 目标区段在染色体结束位置,染色体的末端位置没有包含到显示信息里面.例如,首先得100个碱基的染色体定义为chromStart =0 . chrom

统计fasta序列条数

1.统计大于号开始的行数或seqkit 工具 # 通过搜索>的数量 grep -c '^>' myFasta.fasta 1397492 #seqkit统计提取,速度也是很快的 seqkit stats t.fa -T | grep -v file | cut -f 4 1397492 # 统计 1-100bp 范围长的序列数 cat t.fa | seqkit seq -m 1 -M 100 | seqkit stat -T | grep -v file | cut -f 4 Total s

Perl去重fasta序列

常规方法 #! usr/bin/perl -w use strict; my $input=shift; my %hash; open IN,"<$input"; $/=">"; while(<IN>){ chomp; $hash{$_}=1; } foreach my $key(keys %hash){ print ">$key"; } close IN; Bioseq模块方法 #!/usr/bin/perl us

区别samtools faid产生的.fai文件功能和bwa index 产生的四个文件的功能

samtools faidx 能够对fasta 序列建立一个后缀为.fai 的文件,根据这个.fai 文件和原始的fastsa文件, 能够快速的提取任意区域的序列 用法: samtools faidx input.fa 该命令对输入的fasta序列有一定要求:对于每条序列,除了最后一行外, 其他行的长度必须相同, >one ATGCATGCATGCATGCATGCATGCATGCAT GCATGCATGCATGCATGCATGCATGCATGC ATGCAT >two another chro

2、samtools-faidx index

1.samtools faidx 1.samtools faidx 能够对fasta 序列建立一个后缀为.fai 的文件,根据这个.fai 文件和原始的fasta文件, 能够快速的提取任意区域的序列 2.用法:samtools faidx genome.fa #生成genome.fa.fai 3.例子 该命令对输入的fasta序列有一定要求:对于每条序列,除了最后一行外, 其他行的长度必须相同, >one ATGCATGCATGCATGCATGCATGCATGCAT GCATGCATGCATGC

samtools idxstats

有很多种格式来记录mapping的结果,大多数都收录在UCSC的帮助文档中.在mapping之后,如何对mapping的结果进行评估呢? 最简单的,就是通过samtools来评估mapping质量了. samtools idxstats aln.sorted.bam 注意,这一步之前需要经过sort和index.结果会显示: chr1 195471971 6112404 0 chr10 130694993 3933316 0 chr11 122082543 6550325 0 chr12 120

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当测序得到的fastq文件map到基因组之后,我们通常会得到一个sam或者bam为扩展名的文件.SAM的全称是sequence alignment/map format.而BAM就是SAM的二进制文件(B取自binary). 那么SAM文件的格式是什么样子的呢?如果你想真实地了解SAM文件,可以查看它的说明文档.SAM由头文件和map结果组成.头文件由一行行以@起始的注释构成.而map结果是类似下面的东西: HWI-ST1001:137:C12FPACXX:7:1115:14131:66670